结扎眶下神经诱导三叉神经痛模型的构建方法通常包括以下几个关键步骤：
一、实验准备
实验动物
- 选择健康、成年、雄性SD大鼠，体重适宜，一般在180~250克之间。雄性大鼠对应激的敏感性较高，适合用于构建疼痛模型。
实验器材
- 手术器械：手术剪、眼科剪、止血钳、眼科镊、持针器、缝合针、缝合线（如4-0铬制羊肠线或丝线）。
- 辅助工具：电动剃毛器、显微镊、显微剪、手术显微镜、无菌棉球、棉签、生理盐水或PBS溶液、注射器、麻醉面罩或注射器等。
实验试剂
- 麻醉剂：常用4%水合氯醛，按0.5毫升/100克体重的剂量进行腹腔注射。
- 消毒剂：碘伏或医用酒精。
二、手术步骤
麻醉与消毒
- 按照动物体重计算麻醉剂剂量，通过腹腔注射的方式麻醉大鼠。
- 待大鼠麻醉后，使用电动剃毛器剃去其面部右侧眶下神经区域的毛发。
- 用酒精棉球对手术区皮肤进行消毒处理。
暴露眶下神经
- 将大鼠以仰卧位或俯卧位固定于手术板上，头部和四肢用自制辅助固定装置固定。
- 根据手术入路的不同，选择适当的切口位置。常用的手术入路包括经口腔、经口外鼻旁、经眉弓上等。
- 经口腔入路：沿右侧龈颊边缘，平第一磨牙水平，向口鼻方向纵向切开约1厘米长切口，暴露眶下神经。
- 经口外鼻旁入路：在大鼠右侧鼻旁做一切口，分离皮下组织，暴露眶下神经。
- 经眉弓上入路：在大鼠眉弓上缘做弧形切口，暴露眼眶和鼻骨，用玻璃棒将眶内容物推向一侧，仔细分离眶下神经与周围组织。
- 使用显微镊和显微剪在手术显微镜下仔细分离眶下神经，暴露约4~5毫米的神经长度。
结扎眶下神经
- 用两根4-0铬制羊肠线或丝线，在眶下神经的不同位置进行疏松结扎。结扎点之间的距离一般为2毫米左右。
- 结扎的松紧度要适中，以仅减少神经直径、延迟神经传导而不完全阻断神经传导和神经表面血供为宜。结扎过紧可能导致神经缺血坏死，结扎过松则可能无法达到预期的压迫效果。
缝合与消毒
- 结扎完成后，用生理盐水或PBS溶液冲洗手术区域，去除血迹和残留物。
- 根据手术入路的不同，选择合适的缝合方式。对于经口腔和经口外鼻旁入路，可以直接缝合切口；对于经眉弓上入路，需要依次缝合肌肉、皮下组织和皮肤。
- 用碘伏或医用酒精对伤口进行消毒处理，防止感染。
三、术后护理与观察
术后护理
- 将大鼠放回饲养笼中，保持饲养环境安静、整洁和适宜的温度、湿度。
- 提供充足的食物和水，观察大鼠的食欲和精神状态。
- 定期检查伤口情况，如有红肿、渗液等感染迹象，应及时处理。
行为学观察
- 在术后一段时间内（如1~2周），每天观察大鼠的面部痛觉行为变化。
- 可以使用机械刺激（如Von Frey纤维丝）或热刺激（如热水或热辐射）来评估大鼠的痛觉过敏程度。
- 观察大鼠是否出现面部搔抓、理毛、退缩等痛觉行为，并记录其行为频率和持续时间。
四、模型验证
痛觉测定
- 通过机械痛测定方法（如Von Frey纤维丝测定法）来评估大鼠的痛觉过敏程度。使用不同硬度的纤维丝刺激大鼠手术侧胡须区域，记录引起大鼠退缩反应的最小纤维丝强度。
- 比较术前和术后的痛觉阈值变化，以验证模型是否成功构建。
组织学检测
- 在术后适当时间（如2~4周），处死大鼠并取眶下神经组织进行组织学检测。
- 通过HE染色等方法观察神经组织的病理变化，如脱髓鞘、轴突变性等。
五、注意事项
手术操作
- 手术过程中应轻柔操作，避免对大鼠造成不必要的损伤。
- 仔细分离眶下神经，避免损伤神经周围的血管和肌肉组织。
术后护理
- 术后应密切观察大鼠的生命体征和伤口情况，及时处理异常情况。
- 提供适宜的环境和食物，促进大鼠的恢复。
模型稳定性
- 结扎眶下神经诱导的三叉神经痛模型具有一定的稳定性，但结扎的松紧度和位置等因素可能影响模型的效果。
- 在实验过程中应严格控制实验条件，确保模型的稳定性和可靠性。
通过以上步骤，可以成功构建结扎眶下神经诱导的三叉神经痛模型，为研究三叉神经痛的发病机制、病理生理变化以及药物治疗效果等提供可靠的动物实验模型。
