一、实验动物选择
‌动物种系‌：‌豚鼠‌：优先选用幼龄豚鼠（出生后3-4周），模拟儿童哮喘的病理特征‌。
‌小鼠‌：常用BALB/c或C57BL/6品系，雌性，体重18-22g（7-8周龄）‌。
‌大鼠‌：雄性SD大鼠，体重120-180g（6-8周龄）‌。

二、模型构建流程

1. ‌致敏阶段‌
‌致敏剂配制‌：将OVA与氢氧化铝佐剂混合，配制致敏液（如：小鼠模型为0.1-0.2mg OVA + 2.25mg氢氧化铝/只）‌。
部分研究使用磷酸缓冲盐溶液（PBS）或生理盐水溶解OVA‌。

‌致敏方法‌：‌腹腔注射‌：小鼠/大鼠：第0、7、14天腹腔注射致敏液（0.2ml/只小鼠，1ml/只大鼠）‌。
豚鼠：腹腔注射OVA致敏液（剂量根据体重调整）‌。

2. ‌激发阶段‌
‌激发剂配制‌：使用1-5% OVA溶液（生理盐水或PBS溶解）‌。

‌激发方法‌：‌雾化吸入‌：将动物置于密闭雾化箱中，雾化吸入1% OVA溶液（雾粒直径3-5μm），每日1次，每次30分钟，持续7-14天‌。

‌滴鼻激发‌：小鼠：第21-28天滴鼻50μL 1-2% OVA溶液（麻醉后操作）‌。

三、模型评价指标
‌病理学检测‌：‌HE染色‌：观察肺泡结构破坏、支气管周围炎性细胞浸润、杯状细胞增生及气道重塑‌。
‌肺湿干重比值（W/D）‌：量化肺水肿程度‌。

‌炎症因子检测‌：‌血清/肺泡灌洗液（BALF）‌：ELISA检测IL-4、IL-5、IL-13、TNF-α等Th2型炎症因子升高‌。
‌IgE水平‌：模型组血清总IgE显著升高‌。

‌气道高反应性（AHR）‌：通过肺功能仪或乙酰甲胆碱激发实验评估气道阻力增加‌。

四、注意事项
‌剂量与周期优化‌：腹腔注射OVA剂量需根据动物种系调整（如小鼠0.1-0.2mg/只，大鼠50-100mg/只）‌。
多次致敏（如4次）可能提高模型稳定性，但需监测动物存活率‌。

‌操作规范‌：雾化吸入时控制雾粒大小（3-5μm）以模拟气道沉积‌。
滴鼻操作需完全麻醉动物，避免激发剂误入消化道‌。

‌模型验证‌：需通过炎症因子升高、病理改变及AHR验证模型成功‌。

‌说明‌：OVA模型通过Th2型炎症反应模拟哮喘的典型病理特征，适用于药物筛选及机制研究‌12。不同动物种系和操作流程需根据研究目标调整‌。