一、实验动物选择
‌动物种系‌：‌小鼠‌：优先选用BALB/c或C57BL/6品系，4-6周龄，体重20-22g（SPF级）‌。
‌大鼠‌：Wistar或SD大鼠，体重150-250g，雌雄不限‌。

二、模型构建步骤

1. ‌实验前准备‌
‌分组设计‌：对照组（生理盐水）、模型组（LPS）、药物干预组（如需要）‌。
每组建议10-15只动物，确保统计学效力‌。

‌LPS溶液配制‌：将LPS溶于无菌生理盐水，小鼠推荐剂量10mg/kg（浓度1mg/ml），大鼠剂量2-10mg/kg（根据研究目标调整）‌。

2. ‌尾静脉注射操作‌
‌麻醉与固定‌：小鼠/大鼠采用吸入麻醉（如异氟烷）或腹腔注射氯胺酮（大鼠：80-100mg/kg）‌。

‌注射方法‌：暴露尾静脉，用30G针头缓慢注射LPS溶液（小鼠注射体积约0.1-0.2ml，大鼠约0.5-1ml）‌。
注射后观察动物呼吸状态，避免呛咳或药物外渗‌。

3. ‌术后观察与取材‌
‌时间点选择‌：‌急性期‌：注射后3-6小时取材，检测炎症因子峰值（如IL-6、TNF-α）‌。
‌稳定期‌：注射后24小时评估肺组织病理损伤‌。

‌处死与样本采集‌：麻醉后颈椎脱臼处死，开胸取肺组织：‌肺泡灌洗液（BALF）‌：气管插管注入PBS灌洗，离心收集上清检测炎症细胞及因子‌。
‌肺湿/干重比（W/D）‌：右肺称重后80℃烘干72小时，计算水肿程度‌。
‌肺组织固定‌：左肺4%多聚甲醛固定，用于HE染色观察炎症浸润及肺泡结构破坏‌。

三、模型评价标准
‌病理学特征‌：‌HE染色‌：肺泡间隔增厚、炎性细胞（中性粒细胞、巨噬细胞）浸润、肺泡腔出血或水肿‌。

‌生化指标‌：‌炎症因子‌：BALF或血清中IL-6、IL-1β、TNF-α水平显著升高‌。
‌肺水肿‌：模型组肺湿/干重比（W/D）显著高于对照组（如大鼠模型W/D从0.84±0.05升至1.43±0.12）‌。

‌肺功能‌（可选）：肺顺应性降低，氧合指数（PaO₂/FiO₂）下降（需专用设备检测）‌。

四、注意事项
‌剂量控制‌：小鼠LPS剂量超过15mg/kg可能导致高死亡率（＞50%），建议采用10mg/kg‌。

‌操作规范‌：尾静脉注射需缓慢匀速（＞1分钟），避免血栓形成或血管破裂‌。
LPS溶液需现用现配，避免脂质聚集影响效果‌。

‌模型验证‌：设立伪手术组（仅注射生理盐水）及阳性药物组（如地塞米松），验证模型稳定性‌。

‌说明‌：该模型通过LPS激活TLR4通路诱导全身炎症反应，模拟临床脓毒症或感染相关的急性肺损伤，适用于抗炎药物筛选及肺保护机制研究‌。